Importance du lieu de vie des souris de laboratoire sur leur bien-être
Partie 2 : Les modulateurs des paramètres environnementaux

Les souris, espèce la plus utilisée à des fins scientifiques, sont des êtres sensibles dont le bien-être dépend directement de leurs conditions de vie.

L’ensemble des modalités d’hébergement et de manipulation des souris de laboratoire constitue, par nature, une source de stress pour ces animaux. Cela s’explique par la manipulation, la contention, les procédures invasives et douloureuses, les environnements non naturels, l’inconfort social, le nettoyage des cages, etc. (Bailey, 2018)
.
Dans les hébergements SPF et SOPF (Specific Pathogen Free / Specific and Opportunistic Pathogen Free), les exigences sanitaires renforcent encore ces facteurs de stress :
– Lors des manipulations, en raison de l’usage de PSM (Postes de Sécurité Microbiologique) avec circulation d’air, éclairage et odeurs de détergents ;
– Dans les salles d’hébergement, avec l’utilisation de cages IVC (Individual Ventilated Cage) nécessitant des portoirs spécifiques pouvant générer du bruit et des vibrations.

Cet article traite plus particulièrement de l’influence du macro-environnement (paramètres de la salle d’hébergement des animaux) sur le bien-être des souris de laboratoire maintenues en conditions SPF ou SOPF.

Un premier article a décrit les paramètres environnementaux primaires : température, humidité, luminosité et cycle lumineux, bruit et vibrations.

Dans cette seconde partie, les facteurs modulateurs des paramètres environnementaux primaires sont décrits : la ventilation et la densité d’hébergement.

Rôle des systèmes de traitement de l’air (CTA)

Les animaleries SPF et SOPF nécessitent un environnement contrôlé pour maintenir un niveau sanitaire exigent. Les centrales de traitement de l’air (CTA) permettent de contrôler les pressions relatives entre les pièces, le taux de renouvellement de l’air, mais aussi l’humidité et la température.

Les portoirs ventilés utilisent l’air de la salle d’hébergement pour ventiler les cages. Les pressions relatives entre les cages et la pièce sont maintenues grâce au taux de renouvellement d’air dans les cages. L’humidité et la température du flux d’air entrant et sortant du portoir sont classiquement affichés pour une surveillance constante. Le flux d’air sortant du portoir peut être redirigé directement dans la salle d’hébergement, ou à l’extérieur.

Impact sur le micro-environnement

La ventilation au niveau de la salle a un impact sur la ventilation dans les cages puisqu’elle va moduler la température et l’humidité (et par conséquent les taux de CO2 et d’ammoniac), qui sont des paramètres pouvant influencer le bien-être animal (voir ci-dessus).

Un défaut de la CTA ou une mauvaise configuration (notamment sur les pressions d’air relatives) peuvent entrainer un risque sanitaire pouvant compromettre la santé des animaux hébergés.

Effets sur les paramètres environnementaux

Les salles d’hébergement peuvent contenir plusieurs portoirs, chacun pouvant accueillir jusqu’à une centaine de cages qui contiennent elles-mêmes jusqu’à 5 souris (dans les conditions de TransCure bioServices).

Une densité excessive dans une salle d’hébergement peut entraîner des changements dans les paramètres environnementaux :
– Le bruit : les animaux sont l’une des sources de bruit, par leur activité dans la cage mais aussi leurs vocalisations (y compris les ultrasons non perçus par les humains) ; le bruit généré par le personnel risque aussi d’être augmenté dans les salles avec une forte densité puisque la charge et / ou le temps de travail va augmenter
– Les vibrations : celles émises par les équipements (dont les portoirs), seront plus importantes si la densité est élevée ; c’est également le cas des vibrations provenant de l’activité du personnel
– La température et l’humidité : si les portoirs ventilés ne sont pas reliés à l’extérieur, l’augmentation de la densité va moduler ces paramètres dans la pièce (ainsi que, par conséquent, les taux de CO2 et d’ammoniac).
– Composés olfactifs : l’augmentation de la densité va aussi augmenter les échanges de phéromones (une souris stressée ou souffrante peut transmettre sa détresse aux souris vivant dans la même cage ou dans les cages voisines), ce qui peut impacter le comportement des animaux (Lovasz et al., 2020; Sterley et al., 2018).

A TransCure bioServices, nous sommes attentifs à maintenir une densité faible dans nos salles d’hébergement, en privilégiant des salles plus petites avec moins de portoirs plutôt que des grandes salles surchargées. Nous avons en effet observé qu’il existe une corrélation positive et significative entre un indice de densité (pourcentage de remplissage du portoirs * nombre de portoirs) et l’activité des souris (mesurée visuellement par une méthode développée en interne) (voir figure ci-dessous).

Figure 2 : Impact d’un indice de densité (taux de remplissage du portoir * nombre de portoirs dans la salle d’hébergement) sur l’activité de souris. Les données n’étant pas paramétriques (tests de Shapiro), une corrélation de Spearman a été utilisée

De nombreux paramètres environnementaux peuvent impacter le bien-être animal. Ils sont tous liés entre eux, ce qui permet d’avoir plusieurs leviers d’action à notre disposition en cas de difficulté.

La ventilation dans les salles d’hébergement va contrôler la température et l’humidité, qui auront un impact direct sur ces mêmes paramètres dans les cages des souris. Les taux d’ammoniac et de CO2 sont directement influencés notamment par l’humidité.
Les conditions lumineuses font fluctuer l’activité des souris, qui génèrent du bruit (paramètre lié à la densité).

Pour améliorer le bien-être des animaux utilisés à des fins scientifiques, et donc la qualité des résultat scientifiques, il est essentiel d’avoir connaissance de l’ensemble de ces paramètres et de leur interdépendance. Pour davantage d’informations sur les modalités d’hébergement et les pratiques de bien-être animal mises en œuvre chez TransCure bioServices, vous pouvez consulter nos autres articles du blog.

Bailey, J. (2018). Does the stress of laboratory life and experimentation on animals adversely affect research data? A critical review. In ATLA Alternatives to Laboratory Animals (Vol. 46, Issue 5, pp. 291–305). FRAME. https://doi.org/10.1177/026119291804600501
Barabino, S., Rolando, M., Chen, L., & Dana, M. R. (2007). Exposure to a dry environment induces strain-specific responses in mice. Experimental Eye Research, 84(5), 973–977. https://doi.org/10.1016/J.EXER.2007.02.003
Canadian Council on Animal Care. (2019). CCAC guidelines: Mice (CCAC, Ed.; CCAC). Canadian Council of Animal Care. http://www.ccac.caACKNOWLEDGEMENTS
Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, Institute for Laboratory Animal Research, Division on Earth and LifeStudies, & National Research Council. (2011). Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. In National Research Council 2011 (Ed.), Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (8th ed.). National Academies Press. https://doi.org/10.17226/12910
European Community Council. (1986). Directive 86/609/CEE.
European parliament and of the council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. (2010). Directive 2010/63/EU.
Fawcett, A. (2012). Guidelines for the Housing of Mice in Scientific Institutions.
Fischer, A. W., Cannon, B., & Nedergaard, J. (2018). Optimal housing temperatures for mice to mimic the thermal environment of humans: An experimental study. Molecular Metabolism, 7, 161–170. https://doi.org/10.1016/j.molmet.2017.10.009
Ganeshan, K., & Chawla, A. (2017). Warming the mouse to model human diseases. Nature Reviews Endocrinology 2017 13:8, 13(8), 458–465. https://doi.org/10.1038/nrendo.2017.48
Garner, J. P., Gaskill, B. N., Gordon, C. J., Pajor, E. A., Lucas, J. R., & Davis, J. K. (2018). Impact of nesting material on mouse body temperature and physiology Author’s personal copy Impact of nesting material on mouse body temperature and physiology. https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2012.12.018
Garner, J. P., Gaskill, B. N., Rohr, S. A., Pajor, E. A., & Lucas, J. R. (2011). Working with what you’ve got: Changes in thermal preference and behavior in mice with or without nesting material Author’s personal copy Working with what you’ve got: Changes in thermal preference and behavior in mice with or without nesting material. Article in Journal of Thermal Biology. https://doi.org/10.1016/j.jtherbio.2011.02.004
Gordon, C. J. (2017). The mouse thermoregulatory system: Its impact on translating biomedical data to humans. Physiology & Behavior, 179, 55–66. https://doi.org/10.1016/J.PHYSBEH.2017.05.026
Hessler, J. R., & Leary, S. L. (2002). Design and Management of Animal Facilities. Laboratory Animal Medicine, 909–953. https://doi.org/10.1016/B978-012263951-7/50024-7
Hofstetter, J. R., Hofstetter, A. R., Hughes, A. M., & Mayeda, A. R. (2005). Intermittent long-wavelength red light increases the period of daily locomotor activity in mice. Journal of Circadian Rhythms 2005 3:1, 3(1), 1–8. https://doi.org/10.1186/1740-3391-3-8
Hylander, B. L., & Repasky, E. A. (2016). Thermoneutrality, Mice, and Cancer: A Heated Opinion. Trends in Cancer, 2(4), 166–175. https://doi.org/10.1016/j.trecan.2016.03.005